今天我们关于考马斯亮蓝法数据处理为什么引争议？，我们都需要分析一下考马斯亮蓝法数据处理，那么语嫣也在网络上收集了一些关于考马斯亮蓝法计算公式的一些内容来分享给我们，究竟是怎么个情况呢？，希望能给我们一些参考。
考马斯亮蓝法测蛋白质含量样本处理取 100mg左右豆粕,加入500uL 8M Urea,室温振荡混匀30-45min,水浴超声 15min,25度 14000g离心30min,取上清,再进行HSC定量.
蛋白浓度只在一定范围内与吸光度才成线性关系,才能够根据吸光度倒推蛋白浓度. 所以你的蛋白样品如果浓度太高,就必须稀释一定倍数,使稀释后的蛋白浓度位于标准.
考马斯亮蓝法测蛋白质含量数据怎么处理啊?首先你要用标准浓度的蛋白溶液做标准曲线,以蛋白浓度为X轴,OD595为Y轴,这样就会得到一个线性方程,y=ax+b,R平方要大于0.99,这就是标准曲线 然后同样方法测.
运用考马斯亮蓝法测定的牛血清清蛋白的标准曲线的数据c = 266.85A595- 10.254 (μg/mL),r = 0.9897,实验点为8,结果如下:A595 牛血清清蛋白浓度c(μg/mL)0 00.125 250.2325 500.3475 750.451 1000.5465 1250.625 1500..
考马斯亮蓝法(Bradford法)测蛋白含量bradford assay的线形关系有一定限制,在2 µg/ml 到 120 µg/ml之间才存在线形关. 考马斯亮蓝的显色原理好像是由于考马斯亮蓝分子与某两个氨基酸的基团(具体不记得.
考马斯亮蓝法测蛋白浓度,具体步骤有哪些,需要什么试剂?该方法用于大多数蛋白质的定量是比较精确的,但不适用于小分子碱性多肽的定量.如核糖核酸酶或溶菌酶.去污剂的浓度超过0.2%影响测定结果.如TritonX-100、SDS、NP-40等. 1.Bradford浓染液的配制:将100mg考马斯亮蓝G-250溶于50m1 95%乙醇,加入100ml浓磷酸,然后,用蒸馏水补充至200ml,此染液放4℃至少6个月保持稳定. 2.标准曲线蛋白质样本的准备:尽量使用与待测样本性质相近的蛋白质作为标准品,例如测定抗体,可用纯.
怎样去除TritonX - 100对考马斯亮蓝法测定蛋白的影响考马斯亮蓝染色法测定法不会受绝大部分样品中的化学物质的影响.巯基乙醇的浓度可高达1M,二硫苏糖醇的浓度可高达5 mM.但受略高浓度的表面活性剂影响.若SDS高于0.1%,TritonX-100高于0.1%,Tween20,60,80高于0.06%,可取少量样品加水稀释到适当浓度,再行测定.也可选用BCA法蛋白测定. BCA检测试剂可兼容样品中高达5%的SDS,5%的TritonX-100,5%的Tween20,60,80.但受螯合剂和略高浓度的还原剂的影响,需确保EDTA低于1 .
关于考马斯亮蓝G - 250法测定蛋白质的含量问题1 要减去空白对照. 2 注意公式里的单位和稀释倍数别搞错. 3 降低稀释倍数,大约比现在浓3-8倍,使吸光度在0.2-0.6范围内,以减少误差.
考马斯亮兰法你说的是染蛋白的考马斯亮蓝染料(coomassie blue)吗? 补:我只知道它是用来染蛋白的,具体什么法也不是很清楚_-_
关于考马斯亮蓝法的问题可以都稀释,形成的络合物浓度降低就行,我认为正规操作是稀释原液(或者同时稀释染液,总之是分别稀释,而不是加在一起后再稀释)
这篇文章到这里就已经结束了，希望对我们有所帮助。